تأثیر جیبرلیک اسید بر جوانه‌زنی و رشد اولیه گیاهچه ژنوتیپ‌های مختلف سورگوم تحت تنش شوری

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری اکولوژی گیاهان زراعی دانشگاه ایلام

2 دانشیار گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکدۀ کشاورزی، دانشگاه ایلام

3 استادیار گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکدۀ کشاورزی، دانشگاه ایلام

چکیده

به‌منظور بررسی اثرات پرایمینگ بذر بر جوانه‌زنی چهار ژنوتیپ سورگوم تحت شرایط تنش شوری آزمایشی به ‌صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با چهار تکرار در آزمایشگاه گروه زراعت و اصلاح نباتات دانشکده کشاورزی دانشگاه ایلام در سال 1396 انجام گرفت. فاکتورهای آزمایش شامل چهار سطح تنش شوری (صفر (بدون شوری یا شاهد)، 70، 140 و 210 میلی‌مولار کلریدسدیم)، چهار سطح پرایمینگ با استفاده از هورمون جیبرلیک اسید (صفر (بدون پرایم)، 5/2، 5 و 5/7 میلی‌گرم در لیتر) و چهار ژنوتیپ سورگوم (Superdan، Pegah، KFS2 و KFS1) بودند. نتایج نشان داد که با افزایش سطح شوری طول ریشه‌چه، کلئوپتیل و ساقه‌چه، وزن تر و خشک اندام‌های هوایی، سرعت جوانه‌زنی، درصد جوانه‌زنی و بنیه بذر کاهش یافت. بیشترین درصد و سرعت جوانه‌زنی در سطوح شوری 0 و 70 میلی‌مولار کلریدسدیم در ژنوتیپ KFS2و در سطح شوری 140 و 210 میلی‌مولار کلریدسدیم در ژنوتیپ KFS1 بدست آمد. پرایمینگ اثر معنی‌داری بر صفات مورد مطالعه به جزء وزن تر و درصد جوانه‌زنی داشت. بیشترین سرعت جوانه‌زنی در سطوح پرایمینگ 0 و 5/2 میلی‌گرم در لیتر جیبرلیک اسید در ژنوتیپ KFS1 و در سطوح پرایمینگ 5 و 5/7 میلی‌گرم در لیتر جیبرلیک اسید در ژنوتیپ KFS2 مشاهده شد. بنابراین می‌توان در شرایط تنش شوری شاخص‌های جوانه‌زنی را با استفاده از پرایمینگ بهبود بخشید

کلیدواژه‌ها


نشریه تحقیقات بذر، سال نهم، شماره 3، پاییز 1398

 

 

تأثیر جیبرلیک اسید بر جوانه­زنی و رشد اولیه گیاهچه ژنوتیپ­های

مختلف سورگوم تحت تنش شوری

 

اخلاص امینی[1]*، علی اشرف مهرابی2، یاسر علی­زاده3

1دانشجو دکتری، گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ایلام، ایلام، ایران

2دانشیار، گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ایلام، ایلام، ایران

3استادیار، گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ایلام، ایلام، ایران

 

تاریخ دریافت:  11/07/98    تاریخ پذیرش:  8/10/98  

چکیده

          به‌منظور بررسی اثرات پرایمینگ بذر بر جوانه­زنی چهار ژنوتیپ سورگوم تحت شرایط تنش شوری آزمایشی به‌‌صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی با چهار تکرار در آزمایشگاه گروه زراعت و اصلاح نباتات دانشکده کشاورزی دانشگاه ایلام در سال 1396 انجام گرفت. فاکتورهای آزمایش شامل چهار سطح تنش شوری (صفر (بدون شوری یا شاهد)، 70، 140 و 210 میلی­مولار کلریدسدیم)، چهار سطح پرایمینگ با استفاده از هورمون جیبرلیک اسید (صفر (بدون پرایم)، 5/2، 5 و 5/7 میلی‌گرم در لیتر) و چهار ژنوتیپ سورگوم (Superdan، Pegah، KFS2 و KFS1) بودند. نتایج نشان داد که با افزایش سطح شوری طول ریشه­چه، کلئوپتیل و ساقه­چه، وزن تر و خشک اندام‌های هوایی، سرعت جوانه­زنی، درصد جوانه­زنی و بنیه بذر کاهش یافت. بیشترین درصد و سرعت جوانه­زنی در سطوح شوری 0 و 70 میلی­مولار کلریدسدیم در ژنوتیپ KFS2 و در سطح شوری 140 و 210 میلی‌مولار کلریدسدیم در ژنوتیپ  KFS1 بدست آمد. پرایمینگ اثر معنی­داری بر صفات مورد مطالعه به جزء وزن تر و درصد جوانه­زنی داشت. بیشترین سرعت جوانه­زنی در سطوح پرایمینگ 0 و 5/2 میلی­گرم در لیتر جیبرلیک اسید در ژنوتیپ KFS1 و در سطوح پرایمینگ 5 و 5/7 میلی­گرم در لیتر جیبرلیک اسید در ژنوتیپ KFS2 مشاهده شد. بنابراین می‌توان در شرایط تنش شوری شاخص­های جوانه­زنی را با استفاده از پرایمینگ بهبود بخشید.

 

واژه­های کلیدی: پرایمینگ، سرعت جوانه‌زنی، سورگوم، شوری

 

مقدمه

            وسعت زیاد زمین­های شور و افزایش روز افزون آن، همچنین کمبود منابع آب شیرین توجه زیادی را به مبحث شوری معطوف کرده است. تقریباً 20 درصد از مناطق کشت شده جهان و حدود نیمی از زمین­های آبیاری شده تحت تأثیر شوری قرار دارند (Zhu, 2001). در ایران 5/25 میلیون هکتار از اراضی تحت شوری متوسط (4 تا 16 دسی زیمنس بر متر) و 8 میلیون هکتار در معرض شوری شدید (16 تا 32 دسی زیمنس بر متر) می­باشند (Khodadadi et al., 2003). جوانه­زنی اولین مرحله نموی و یکی از مراحل مهم و حساس در چرخه زندگی گیاهان می­باشد. این مرحله از رشد به شدت تحت تأثیر عوامل محیطی قرار می­گیرد (Kafii et al., 2010; Patade et al., 2011). برای هر گونه گیاهی، پتانسیل آب مشخصی وجود دارد که جوانه­زنی در کمتر از آن نمی­تواند صورت گیرد (Delachiava and De-Pinho, 2003).

            شوری یکی از تنش‌های محیطی شایع در جهان می‌باشد که سبب کاهش محصولات کشاورزی می‌شود. اکثر گیاهان در مرحله جوانه‌زنی نسبت به شوری حساس‌ترند‌. کاهش درصد و سرعت جوانه­زنی و نیز کاهش طول ریشه­چه و ساقه­چه و وزن گیاهچه با افزایش تنش شوری در آزمایشات متعدد گزارش شده است  (Xue et al., 2012; Zhang et al., 2012; Parmoon et al., 2013). در این ارتباط، اثر تنش شوری بر ارقام سورگوم علوفه­ای نشان داده که شوری اثر معنی­داری روی صفات درصد جوانه­زنی، سرعت جوانه­زنی و شاخص جوانه­زنی دارد (Siti Aishah et al., 2010). بررسی مقادیر مختلف شوری بر روی جوانه­زنی 13 رقم سورگوم مشخص نمود با افزایش غلظت شوری جوانه­زنی و رشد گیاهچه کاهش یافت و تنش شوری به‌طور معنی­داری طول ریشه­چه، ساقه­چه و وزن خشک گیاهچه ارقام سورگوم را کاهش داد (Chauhan et al., 2012). نتایج تحقیقات حاکی از آن است که می­توان با استفاده از تیمارهای افزایش دهنده قدرت بذر به جوانه­زنی سریع، ظهور یکنواخت و استقرار قوی گیاه دست یافت
(Ashraf and Foolad, 2005; Saberi and Tavili, 2010; Makkizadeh Tafti et al., 2012). پرایمینگ بذر تکنیکی است که به واسطه آن بذور پـیش از قـرار گـرفتن در بسـتر کشت و مواجهـه بـا شـرا یط اکولوژیکی محیط، به لحاظ فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی آمادگی جوانه‌زنی را به دست می‌آورنـد و در واقـع یـک نـوع تیمار قبل از کاشت بذر محسوب می‌شود (Mahmoodzadeh Ardahaei et al., 2010). در پرایمینگ مراحل اولیه­ی جوانه­زنی انجام شده اما ریشه­چه خارج نمی­شود، بعد از تیمار پرایمینگ، بذرها خشک و همانند بذرهای تیمار نشده (شاهد) ذخیره و کشت می­شوند (McDonald, 1999). تیمار پرایمینگ باعث کوتاه کردن زمان کاشت تا سبز شدن و حفاظت بذرها از عوامل زنده و غیر زنده در مرحله بحرانی استقرار گیاهچه می­شود، همچنین این تیمارها یکنواختی سبز شدن را موجب می­شوند که منجر به استقرار یکنواخت و بهبود عملکرد در محصول می­شوند (Basra et al., 2004).

            گزارش­های متعددی مبنی بر تأثیر مثبت پرایمینگ بر جوانه­زنی و سبز شدن در گیاهان مختلف وجود دارد (Demir Kaya et al., 2006; Abdolahi and Shekari, 2013). گزارش شده که در پی اعمال تیمارهای پیش از کاشت بذر بر روی ذرت شیرین، مدت زمان لازم برای رسیدن به 50 درصد جوانه­زنی، طول ریشه­چه، متوسط زمان ظهور گیاهچه به‌طور معنی­داری بهبود یافت (Harris et al., 1999). اثر پرایمینگ بذر با جیبرلین بر روی جوانه­زنی و رشد گیاهچه بذر چاودار وحشی نشان داد که تیمار بذر با جیبرلین سبب افزایش درصد جوانه­زنی، سرعت جوانه­زنی و طول گیاهچه تحت شرایط تنش می­شود (Ansari et al., 2012). اثرات مفید پرایمینگ ممکن است تحت شرایط نامساعد آشکارتر باشد. نتایج مطالعات نشان داده است که اثر مثبت پرایمینگ بذرها در شوری بالا بیشتر مشخص می‌شود و بذرهای پرایمینگ شده در سطوح شوری بالا عملکرد بهتری نسبت به بذرهای پرایمینگ نشده دارند (Shakarami et al., 2010).

            خاک­های شور در اکثر مناطق خشک و نیمه خشک عمومیت داشته و این در حالی است که در بسیاری از این مناطق سورگوم به‌منظور تهیه خوراک دام کشت می­شود و در عین حال افت عملکرد شدیدی را به خاطر اثرات مضر شوری بر جوانه­زنی، سبز شدن و رشد اولیه متحمل می­گردد. با توجه به حساسیت سورگوم به شوری در مرحله جوانه­زنی و سبز شدن و اهمیت کشت این گیاه زراعی مهم در کشور، این تحقیق با هدف مطالعه تنش شوری بر جوانه­زنی سورگوم و تأثیر پرایمینگ بذور با جیبرلیک اسید بر تخفیف اثرات تنش شوری در مرحله جوانه­زنی و رشد اولیه سورگوم انجام گرفت.

 

مواد و روش­ها

            این تحقیق در آزمایشگاه تحقیقاتی گروه زراعت و اصلاح نباتات دانشکده کشاورزی دانشگاه ایلام به‌صورت فاکتوریل بر پایه طرح بلوک­های کامل تصادفی در چهار تکرار در سال 1396 انجام گردید. فاکتورهای آزمایش شامل چهار سطح تنش شوری (0 صفر (بدون شوری)، 70، 140 و 210 میلی­مولار کلریدسدیم)، چهار سطح پرایمینگ با استفاده از هورمون جیبرلیک اسید (صفر، 5/2، 5 و 5/7 میلی‌گرم در لیتر) و چهار ژنوتیپ سورگوم (Superdan، Pegah، KFS2 و KFS1) بودند.

            ابتدا بذور ژنوتیپ­های سورگوم با هیپوکلریدسدیم سه درصد به‌مدت پنج دقیقه ضدعفونی و سپس بذور با آب مقطر شسته شدند. بذور در چهار سطح مختلف هورمون جیبرلیک اسید شامل صفر (بدون پرایم)، 5/2، 5 و 5/7 میلی‌گرم در لیتر به‌مدت 16 ساعت قرار داده شدند. پس از آن بذور با آب شستشو داده شد تا محلول از سطح بذور جدا شود و بذور در مجاورت هوا خشک شدند. پس از اعمال تیمار پرایمینگ، تعداد 256 پتری­دیش استریل شد و در کف هر یک از آنها کاغذ صافی قرار داده شد و داخل هر پتری­دیش 25 عدد بذر گذاشته شد. سپس سطوح مختلف شوری با مقادیر صفر، 70، 140 و210 میلی‌مولار کلریدسدیم استفاده گردید. برای اعمال سطوح مختلف شوری پس از کشت بذور، تیمارهای مربوطه، پتری­دیش­ها در داخل اتاقک رشد در دمای 2± 25 درجه سانتی­گراد به‌مدت هفت روز نگه­داری شدند و در طول آزمایش در صورت نیاز آب هر تیمار با محلول شوری مربوطه اضافه گردید و تعداد بذور جوانه­زده به‌طور روزانه شمارش و ثبت گردید. معیار جوانه­زنی بذرها، خروج ریشه­چه به اندازه دو میلی­متر بود.

            در پایان روز هفتم طول ریشه­چه، ساقه­چه و کلئوپتیل و وزن تر و خشک گیاهچه اندازه­گیری شد و سرعت و درصد جوانه­زنی و شاخص بنیه بذر محاسبه گردید. برای تعیین سرعت جوانه­زنی از رابطه (1) استفاده شد.

(1)                                                     RS=∑Si/Di

 RSسرعت جوانه­زنی،Si  تعداد بذر جوانه­زده در هر روز و  Diتعداد روز تا شمارشnام می­باشد.

شاخص بنیه بذر از طریق رابطه (2) تعیین گردید (Abdul-baki and Anderson, 1970).

(2)             شاخص بنیه بذر= [درصد جوانه­زنی × میانگین طول گیاهچه­ها (ریشه+ساقه) به میلی­متر] /100

            داده­های حاصل از این آزمایش با نرم­افزار SAS آنالیز و مقایسه میانگین­ها با استفاده از آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح 5 درصد صورت گرفت.

 

نتایج و بحث

            نتایج تجزیه واریانس طول ریشه­چه، طول ساقه­چه و طول کلئوپتیل نشان داد که بین سطوح شوری، پرایمینگ، ژنوتیپ و برهمکنش شوری و ژنوتیپ در سطح احتمال یک درصد اختلاف معنی­دار بود (جدول 1).

 

 

            طول ریشه­چه، ساقه­چه و کلئوپتیل در تیمار شاهد (بدون شوری) بیش از سایر غلظت­های مختلف کلرید سدیم بود و با افزایش سطح شوری (210 میلی‌مولار کلریدسدیم) طول ریشه­چه، طول ساقه­چه و طول کلئوپتیل نسبت به تیمار شاهد به میزان 08/85، 30/83، 72/87 درصد کاهش یافت، به‌طوری‌که کمترین طول ریشه­چه، ساقه­چه و کلئوپتیل در سطح شوری 210 میلی‌مول در لیترکلرید سدیم مشاهده شد (جدول 2).

            با وجود این‌که طول ریشه­چه و کلئوپتیل در پاسخ به افزایش غلظت جیبرلیک اسید روند نامنظمی داشتند. بیشترین طول ریشه‌چه، ساقه­چه و کلئوپتیل در غلظت 5/7 میلی­گرم در لیتر جیبرلیک اسید مشاهده شد (جدول 2).           مقایسه میانگین صفات برای اثر متقابل شوری و ژنوتیپ نشان داد که در تیمار شاهد (آب مقطر) بیشترین طول ریشه­چه و ساقه­چه در ژنوتیپ  KFS2و بیشترین طول کلئوپتیل در ژنوتیپKFS1 دیده شد. بیشترین طول ریشه­چه در سطح شوری 140و 70 میلی­مولار کلرید سدیم مربوط به ژنوتیپ KFS2 بود و بیشترین طول کلئوپتیل و ساقه­چه به ژنوتیپKFS1 اختصاص یافت. در سطح شوری 210 میلی­مولار کلرید سدیم ژنوتیپ KFS2 از نظر این صفات برتر از سایر ژنوتیپ­ها بود. کمترین طول ریشه­چه، ساقه­چه و کلئوپتیل در تمام سطوح شوری در ژنوتیپ Superdan مشاهده شد (جدول 3).

            با افزایش پتانسیل اسمزی، پتانسیل آب کاهش یافته و آب کمتری در اختیار بذر قرار می­گیرد و آماس سلول­های جنینی بذر کاهش یافته و با توجه به این که یکی از فاکتورهای تقسیم سلولی، آماس سلول است در نتیجه با کاهش آب قابل دسترس بذر و در نتیجه آماس، در نهایت رشد کاهش می­یابد (Xirong et al., 2002). طول ریشه­چه و ساقه­چه مهمترین پارامترهای مؤثر در مرحله جوانه­زنی در شرایط تنش شوری هستند، زیرا ریشه در تماس مستقیم با خاک است و آب را از خاک جذب کرده و ساقه نیز آب و مواد محلول را از ریشه به سایر نقاط منتقل می­کند و شوری زیاد به علت کاهش جذب آب از طویل شدن ریشه و ساقه جلوگیری می­نماید (Jamil et al., 2006).

 

جدول 2: مقایسه میانگین ویژگی­های جوانه­زنی در سطوح مختلف شوری، پرایمینگ و ژنوتیپ

تیمارها

طول ریشه

(میلی‌متر)

طول کلئوپتیل

(میلی‌متر)

طول ساقه

(میلی‌متر)

وزن خشک

(گرم در بوته)

وزن تر

(گرم در بوته)

شاخص بنیه بذر

شوری

(میلی‌مولار)

0

a46/26

a49/24

a62/47

a17/105

a53/685

a25/54

70

b77/17

b56/19

b20/33

b77/84

b20/496

b72/36

140

c69/10

c18/14

c37/22

c7/57

c25/294

c09/21

210

d95/3

d09/4

d84/5

d91/24

d72/103

d93/5

پرایمینگ

(میلی‌گرم در لیتر)

0

c15/12

b92/10

c41/19

b30/63

a20/373

c45/23

5/2

ab92/15

a08/17

b51/28

ab36/70

a86/406

b20/30

0/5

bc02/14

a53/16

ab17/29

b52/65

a81/382

b98/28

5/7

a78/16

a80/17

a94/31

a94/72

a83/416

a36/35

ژنوتیپ

KFS1

b12/18

a70/21

a75/34

b58/93

b94/547

b18/39

KFS2

a80/25

b54/18

a44/37

a65/103

a81/631

a11/50

Pegah

c48/11

b68/17

b38/29

c50/59

c83/334

c78/25

Superdan

d48/3

c45/4

c47/7

d37/15

d13/65

d93/2

در هر ستون برای هر یک از تیمارها میانگین­های دارای حداقل یک حرف مشترک بر اساس آزمون دانکن از لحاظ آماری فاقد اختلاف معنی­دار در سطح احتمال 5 درصد می‌باشند.

            شوری، ژنوتیپ و اثر متقابل آنها بر وزن تر و خشک اندام‌های هوایی بسیار معنی­دار بود و بین سطوح پرایمینگ از نظر وزن خشک در سطح احتمال 5 درصد اختلاف معنی­دار مشاهده شد ولی اثر پرایمینگ بر وزن تر معنی­دار نبود (جدول 1). بیشترین وزن تر و خشک در شاهد (آب مقطر) مشاهده شد و با افزایش غلظت کلرید سدیم روند کاهشی داشتند. میزان کاهش وزن تر و خشک تحت شرایط شوری 210 میلی‌مولار کلریدسدیم در مقایسه با عدم شوری به‌ترتیب 96/84 و 76/31 درصد بود (جدول 2).

            کاهش وزن تر و خشک در اثر افزایش غلظت شوری، امری طبیعی بوده و نتایج محققان دیگر نیز این امر را ثابت کرده است (Jamil et al., 2005; Demir Kaya et al., 2006). بیشترین وزن خشک در غلظت 5/7 میلی گرم در لیتر جیبرلیک اسید به‌دست آمد. در تمام سطوح شوری ژنوتیپ  KFS2بیشترین وزن تر و خشک را به خود اختصاص داد (جدول 3).

            شوری، پرایمینگ، ژنوتیپ و اثر متقابل شوری و ژنوتیپ و اثر متقابل پرایمینگ و ژنوتیپ بر سرعت جوانه­زنی بسیار معنی­دار بود (جدول 1).

            بیشترین سرعت جوانه­زنی در شاهد (آب مقطر) مشاهده شد. با افزایش غلظت کلرید سدیم سرعت جوانه­زنی کاهش یافت. البته از نظر آماری اختلافی بین شاهد (آب مقطر) و70 میلی‌مول کلرید سدیم وجود نداشت. بیشترین سرعت جوانه­زنی در شاهد (آب مقطر) و شوری 70 میلی­مول کلرید سدیم مربوط به ژنوتیپ KFS2 بود و با افزایش شوری (شوری 210 و 140 میلی‌مول کلرید سدیم) سرعت جوانه­زنی ژنوتیپ  KFS1از بقیه ژنوتیپ­ها بیشتر شد (جدول 3).

 

جدول 3: اثر متقابل شوری و ژنوتیپ بر طول ریشه، طول کلئوپتیل، طول ساقه، وزن خشک، وزن تر، سرعت جوانه­زنی، درصد جوانه­زنی و شاخص بنیه بذر

شوری

(میلی‌مولار)

ژنوتیپ

طول ریشه

(میلی‌متر)

طول کلئوپتیل

(میلی‌متر)

طول ساقه

(میلی‌متر)

وزن خشک

(گرم در بوته)

وزن تر

(گرم در بوته)

سرعت جوانه‌زنی

درصد جوانه‌زنی

شاخص بنیه بذر

0

KFS1

b30/33

a60/33

b84/56

b12/141

b69/916

ab14/16

bcd75/73

b62/67

KFS2

a98/45

b80/27

a23/69

a44/169

a19/1177

a30/17

a75/84

a87/97

Pegah

c27/20

ab79/28

bc66/50

d94/90

d56/566

de01/12

de75/64

de08/45

Superdan

g29/6

e77/7

g76/13

gh19/19

f69/81

h26/2

g50/24

gh47/6

70

KFS1

c33/21

ab90/28

cd49/44

c00/122

c19/719

ab96/15

abc75/76

cd67/50

KFS2

b04/30

c50/21

cd25/42

c12/122

c75/744

ab21/16

ab75/79

bc92/57

Pegah

cd85/15

c77/22

de78/37

d81/77

d87/440

def25/11

cd75/65

ef83/35

Superdan

fg84/3

ef11/5

gh26/8

gh12/17

f00/80

h06/2

gh00/17

h44/2

140

KFS1

de87/13

cd47/19

ef92/30

d19/81

d81/411

bc23/14

bcd00/70

f21/31

KFS2

cd54/18

cd96/17

f45/28

d56/84

d25/454

cd38/13

cd00/68

f35/32

Pegah

f28/7

d32/15

f51/23

e94/47

e94/246

f21/9

ef24/54

g28/18

Superdan

fg08/3

ef97/3

gh58/6

gh37/15

f00/64

h43/2

g25/22

h54/2

210

KFS1

fg98/3

ef69/4

gh74/6

efh00/30

ef06/144

de03/12

cd50/68

gh23/7

KFS2

ef63/8

e88/6

gh82/9

ef50/38

ef06/151

ef82/10

de25/64

gh29/12

Pegah

fg48/2

ef84/3

gh57/5

fgh31/21

f94/84

g60/5

f00/46

h94/3

Superdan

g69/0

f94/0

h26/1

h81/9

f81/34

h82/0

h00/10

h25/0

در هر ستون میانگین­های دارای حداقل یک حرف مشترک بر اساس آزمون دانکن از لحاظ آماری فاقد اختلاف معنی­دار در سطح احتمال 5 درصد می‌باشند.

 

            با کاهش پتانسیل آب از سرعت جوانه­زنی کاسته می­شود، چنانچه جذب آب توسط بذر دچار اختلال شود و یا به کندی صورت گیرد فعالیت­های داخل بذر به آرامی صورت گرفته و مدت زمان خروج ریشه­چه از بذر افزایش می­یابد و به‌عبارتی سرعت جوانه­زنی کاهش پیدا می­کند. محققین دیگر نیز کاهش سرعت جوانه­زنی با افزایش شوری را گزارش نمودند (Naseer et al., 2001; Parmoon et al., 2013).

            اثر شوری، پرایمینگ، ژنوتیپ و اثر متقابل شوری و ژنوتیپ بر بنیه بذر در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود (جدول 1). با افزایش سطح شوری بنیه بذر کاهش یافت به‌طوری‌که بیشترین و کمترین بنیه بذر به‌ترتیب در تیمار شوری شاهد (آب مقطر) و شوری 210 میلی‌مول کلرید سدیم مشاهده شد. بیشترین بنیه بذر مربوط به غلظت 5/7 میلی­گرم در لیتر جیبرلیک اسید بود. بیشترین بنیه بذر در تمام سطوح شوری به ژنوتیپ KFS2 اختصاص یافت (جدول 3).

            بررسی اثر متقابل پرایمینگ و ژنوتیپ نشان داد که بیشترین سرعت جوانه­زنی در غلظت‌های 5/2 و 0 میلی­گرم در لیتر جیبرلیک اسید متعلق به ژنوتیپ KFS1 بود و بیشترین سرعت جوانه­زنی در غلظت‌های 5/7 و 5 میلی­گرم در لیتر جیبرلیک اسید به ژنوتیپ  KFS2 اختصاص یافت. کمترین سرعت جوانه­زنی در تمام سطوح پرایمینگ در ژنوتیپ Superdan مشاهده شد (شکل 1). ژنوتیپ‌های سورگوم پاسخ‌های متفاوتی به سطوح مختلف پرایمینگ نشان دادند و اثرات پرایمینگ با توجه به ویزگی­های آنها متفاوت بود.

 

 

شکل 1: اثرات متقابل ژنوتیپ و پرایمینگ بر سرعت جوانه‌زنی بذر

 

            جدول تجزیه واریانس مشخص نمود که اثر شوری، ژنوتیپ و اثر متقابل شوری و ژنوتیپ بر درصد جوانه­زنی بسیار معنی­دار بود و اثر متقابل پرایمینگ و ژنوتیپ در سطح احتمال 5 درصد معنی­دار شد (جدول 1).

            بیشترین و کمترین درصد جوانه­زنی به ‌ترتیب در ژنوتیپ­های KFS2 و Superdan مشاهده شد. بررسی اثر متقابل شوری و ژنوتیپ نشان داد که در تیمار شاهد (آب مقطر) و شوری 70 میلی مول کلرید سدیم درصد جوانه­زنی ژنوتیپ KFS2 از بقیه ژنوتیپ‌ها بیشتر بوده است ولی بیشترین درصد جوانه­زنی در سطح شوری 210و 140 میلی مول کلرید سدیم مربوط به ژنوتیپ  KFS1 بود (جدول 3). کاهش درصد جوانه‌زنی در اثر افزایش سطوح شوری مشابه نتایج حاصل از آزمایش بر روی ارقام جو (Tabatabaei et al., 2014) شبدر برسیم (Tamartash et al., 2010) و ارقام بادام زمینی (Afshar mohammadian et al., 2015) بود. اثر متقابل پرایمینگ و ژنوتیپ مشخص نمود که بیشترین درصد جوانه­زنی مربوط به ژنوتیپ‌های  KFS2و KFS1 است و از نظر آماری اختلافی بین این دو ژنوتیپ وجود ندارد (شکل 2).

 

 

شکل 2: اثرات متقابل ژنوتیپ و پرایمینگ بر درصد جوانه‌زنی بذر

 

            در غلظت‌های متوسط نمک، کاهش پتانسیل اسمزی عامل محدود کننده جوانه­زنی است اما در غلظت­های بالا سمیت یونی و در پی آن افزایش جذب یون­ها به‌خصوص شوری و عدم تعادل بین عناصر غذایی از عوامل مهم ایجاد اختلال و کاهش درصد جوانه­زنی محسوب می­شود (Javadi et al., 2014).

نتیجه گیری نهایی

آنزیم آلفا-آمیلاز یکی از آنزیم­های مؤثر بر درصد و سرعت جوانه­زنی می­باشد. فعالیت این آنزیم، با افزایش غلظت شوری کاهش می­یابد که در نتیجه کاهش فعالیت این آنزیم، نشاسته کمتر تجزیه شده و قندها برای تنفس و متابولیسم کمتر فراهم می­شوند و این می­تواند یکی از دلایل کاهش درصد و سرعت جوانه­زنی باشد.

 

 

References

Abdolahi, M. and Shekari, F. 2013. Effect of priming by salicylic acid on vigor and performance of wheat seedlings at different planting dates. Cereal Research. 3(1): 17-32.

Abdul-baki, A.A. and Anderson, J.D. 1970. Viability and leaching of sugars from germinating barely. Crop Science. 10: 31-34.

Afshar mohammadian, M., Ebrahimi Nokandeh, S., Damsi, B.H. and Jamalomidi, M. 2015. The effect of different levels of salinity on germination and growth indices of four cultivars of Arachis hypogaea L. Journal of plant researches. 28 (1): 23-33.

Ansari, O., Choghazardi, H. R., Sharif Zadeh, F. and Nazarli, H. 2012. Seed reserve utilization and seedling growth of treated seeds of mountain rye (Secale montanum) as affected by drought stress. Cercetari Agronomice in Moldova. 2(150): 43-48.

Ashraf, M. and Foolad, M.R. 2005. Pre-sowing seed treatment-a shotgun approach to improve germination growth and crop yield under saline and none-saline conditions. Advances in Agronomy. 88: 223-271.

Basra, S.M.A., Ashraf, M., Iqbal, N. Khaliq, A. and Ahmad, R. 2004. Physiological and biochemical aspects of pre- sowing heat stress on cotton seed. Seed Science and Technology. 32: 765-774.

Chauhan, R.R., Chaudhary, R., Singh, A. and Singh, P.K. 2012. Salt tolerance of Sorghum bicolor cultivars during germination and seedling growth. Research Journal of Recent Sciences. 1(3): 1-10.

Delachiava, M.E.A. and De-Pinho, S.Z. 2003. Germination of Senna occidentalis link: seed at different osmotic potential levels. Brazilian Journal Biology Technology. 46: 163-166.

Demir Kaya, M., Okçu, G., Atak, M., Çikili, Y. and Kolsarici, O. 2006. Seed treatment to overcome salt and drought stress during germination in sunflower (Helianthus annuus L.). Europ Journal Agronomy. 24: 291-295.

Harris, D., Joshi, A., Khan, P.A., Gothakar, P. and Sodhi, P.S. 1999. On- farm seed priming in semi-arid agriculture: development and evaluation in corn, rice and chickpea in india using participatory methods. Experimental. Agriculture. 35: 15-29.

Jamil, M.C., Lee Rehman, S.U., Lee, D.B., Ashraf, M. and Rha, E.S. 2005. Salinity tolerance of brassica species at germination and early seedling growth. Journal of Environmental, Agricultural and Food Chemistry. 4(4): 970-976.

Jamil, M., Lee, D.B., Jung, K.Y., Ashraf, M., Lee, S.H. and Rha, E.S. 2006. Effect of salt (NaCl) stress on germination and early seedling growth of four vegetables species. Journal of Central European Agriculture. 7(2): 273-282.

Javadi, H., Seghatoleslami, M.J. and Mousavi, S.Gh. 2014. Effect of salinity on seed germination and early seedling growth of four species of medicinal plants. Iranian Journal of Field Crops Research. 12(1): 53-64.

Kafii, M., Eishi Rezaii, A., Hagighikhah, M. and Gorbanim, S. 2010. Effect of salinity and seed priming on germination and seedling characteristics of two medicinal citrus species. Journal of Agroecology. 2 (2): 245-255.

Khodadadi, M., Omidbaygi, R., Majidi, A. and Khoshkholghsima, N.A. 2003. The effects of seed priming on germination traits of onion (cv. sefid Kashan) under salinity stress conditions. Journal of Soil and Water Science. 17(1): 41-48.

Mahmoodzadeh Ardahaei, B.S., Aliabadi Farahani, H., Farahvash, F. and Hassanpour Darvishi, H. 2010. Effect of hydroperiming on emergence of seedling in seeds of sunflower cultivars. 2(4): 355-366.

Makkizadeh Tafti, M., Farhoudi, R. and Rastifar, M. 2012. Effect of osmopriming on seed germination of Lemon balm (Melissa officinalis L.) under salinity stresses. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants. 27(4): 573-586.

McDonald, M.B. 1999. Seed deterioration: physiology, repair and assessment. Seed Science and Technology. 27: 177-273.

Naseer, Sh., Nisar, A. and Ashrsf, M. 2001. Effect of salt stress on germination and seedling growth of barely (Hordeum Vulgare L.) Pakistan Journal of Biological Science. 4(3): 359-360.

Parmoon, Gh., Ebadi, A., Ghaviazm, A. and Miri, M. 2013. Effect of seed priming on germination and seedling growth of Chamomile under salinity. Journal of Crop Production. 6(3): 145-164.

Patade, V.Y., Maya, K. and Zakwan, A. 2011. Seed priming mediated germination improvement and tolerance to subsequent exposure to cold and salt stress in capsicum. Journal Research Seed. 4(3): 125-136.

Saberi, M., and Tavili, A. 2010. Evaluation deferent priming treatments influence on Puccinellia distans germination characteristics. Iranian Journal of Range and Desert Research. 17(1): 51-60.

Shakarami, B., Dianati-Tilaki, Gh., Tabari, M. and Behtari, B. 2010. The effect of priming treatment on salinity tolerance of Festuca arundinacea S. and Festuca ovina L. seeds during germination and early growth. Iranian Journal of Rangeland and Forests Plant Breeding and Genetic Research. 18(2): 318-328.

Siti Aishah, H., Saberi, A.R., Halim, R.A. and Zaharah, A.R. 2010. Salinity effects on germination of forage sorghums. Journal of Agronomy. 9(4): 169-174.

Tabatabaei, S.A., Kouchaki, A.R. and Molasadeghi, J. 2014. Evaluation of salinity tolerance of barley cultivars in vitro and field conditions. Crop physiology journal, 5 (20): 87-120.

Tamartash, R., Shokrian, F. and Kargar. M. 2010. Effects of salinity and drought stress on Trifolium alexanderium L. seed germination properties. Rangeland, 4 (2): 288-297.

Xirong, O., Voorthuysen, T.V., Toorop, P.E. and Henkw, M.H. 2002. Seed vigor, aging and osmopriming affect anion and sugar leakage during imbibitions of maize (Zea mays L.) caryopses. International Journal of Plant Science. 163(1): 107-112.

Xue, J.G., Wang, X.G., Du, X.G., Mao, P.S., Zhang, T.J., Zhao, L. and Han, J.G. 2012. Influence of salinity and temperature on the germination of Hedysarum scoparium. Journal of Biotechnology. 11(14): 3244-3249.

Zhang, H.X., Zhou, D.W., Tian, Y., Huang, Y.X. and Sun, Z.W. 2012. Comparison of seed germination and early seedling growth responses to salinity and temperature of the halophyte Chloris virgata and the glycophyte Digitaria sanguinalis. Grass and Forage Science. 68: 596-604.

Zhu, J.K. 2001. Over expression of a delta-pyrroline-5-carboxylate synthetase gene and analysis of tolerance towater and salt stress in transgenic rice. Trends Plant Science. 6: 66-72.

 

 

 

 

 


 

Journal of Seed Research, Vol. 9, No. 3, Autumn 2019

 

 

Effect of gibberellic acid on germination and seedling growth

in different sorghum genotypes under salt stress condition

E. Amini1*, A. Asharf Mehrabi2, Y. Alizadeh3

1Ph.D. Student, Dept. of Agronomy and Plant Breeding, Faculty of Agriculture, University of Ilam, Ilam ,Iran.

2Associate Professor, Department of Agronomy and Plant Breeding,

Faculty of Agriculture, University of Ilam, Ilam, Iran

3Assistant Professor, Department of Agronomy and Plant Breeding,

Faculty of Agriculture, University of Ilam, Ilam, Iran

 

Abstract

In order to study the effects of priming on germination of sorghum varieties under salt stress conditions, a factorial experiment was conducted in a randomized complete blocks design with four replications at Department of Agronomy and Plant Breeding, Faculty of Agriculture, University of Ilam in 2017. Treatments consisted of four levels of salinity (control, 70, 140 and 210 mM NaCl), four priming using Gibberellic acid hormone (no prime, 2.5, 5 and 7.5 mg/L) and four sorghum varieties (Superdan, Pegah, KFS2 and KFS1). The result showed that with increasing salinity levels, length and dry weight of root, coleoptile and shoot, germination rate, germination percentage and seed vigor decreased. The highest percentage and rate of germination was observed in KSF2 variety in 0 and 70 mM NaCl and in KFS1 variety in 140 and 210 mM. Priming showed significant effect on the studied traits except for fresh weight and germination percentage. The highest germination rate was observed in 0 and 2.5 mg/L gibberellic acid in KFS1 variety and in 5 and 7.5 mg/L in KFS2 variety. In general, priming improved germination indices under salinity stress.

 

Keywords: Germination percentage, priming, salinity, sorghum.

 

 



*نویسنده مسئول: amini8620@yahoo.com

References

Abdolahi, M. and Shekari, F. 2013. Effect of priming by salicylic acid on vigor and performance of wheat seedlings at different planting dates. Cereal Research. 3(1): 17-32.

Abdul-baki, A.A. and Anderson, J.D. 1970. Viability and leaching of sugars from germinating barely. Crop Science. 10: 31-34.

Afshar mohammadian, M., Ebrahimi Nokandeh, S., Damsi, B.H. and Jamalomidi, M. 2015. The effect of different levels of salinity on germination and growth indices of four cultivars of Arachis hypogaea L. Journal of plant researches. 28 (1): 23-33.

Ansari, O., Choghazardi, H. R., Sharif Zadeh, F. and Nazarli, H. 2012. Seed reserve utilization and seedling growth of treated seeds of mountain rye (Secale montanum) as affected by drought stress. Cercetari Agronomice in Moldova. 2(150): 43-48.

Ashraf, M. and Foolad, M.R. 2005. Pre-sowing seed treatment-a shotgun approach to improve germination growth and crop yield under saline and none-saline conditions. Advances in Agronomy. 88: 223-271.

Basra, S.M.A., Ashraf, M., Iqbal, N. Khaliq, A. and Ahmad, R. 2004. Physiological and biochemical aspects of pre- sowing heat stress on cotton seed. Seed Science and Technology. 32: 765-774.

Chauhan, R.R., Chaudhary, R., Singh, A. and Singh, P.K. 2012. Salt tolerance of Sorghum bicolor cultivars during germination and seedling growth. Research Journal of Recent Sciences. 1(3): 1-10.

Delachiava, M.E.A. and De-Pinho, S.Z. 2003. Germination of Senna occidentalis link: seed at different osmotic potential levels. Brazilian Journal Biology Technology. 46: 163-166.

Demir Kaya, M., Okçu, G., Atak, M., Çikili, Y. and Kolsarici, O. 2006. Seed treatment to overcome salt and drought stress during germination in sunflower (Helianthus annuus L.). Europ Journal Agronomy. 24: 291-295.

Harris, D., Joshi, A., Khan, P.A., Gothakar, P. and Sodhi, P.S. 1999. On- farm seed priming in semi-arid agriculture: development and evaluation in corn, rice and chickpea in india using participatory methods. Experimental. Agriculture. 35: 15-29.

Jamil, M.C., Lee Rehman, S.U., Lee, D.B., Ashraf, M. and Rha, E.S. 2005. Salinity tolerance of brassica species at germination and early seedling growth. Journal of Environmental, Agricultural and Food Chemistry. 4(4): 970-976.

Jamil, M., Lee, D.B., Jung, K.Y., Ashraf, M., Lee, S.H. and Rha, E.S. 2006. Effect of salt (NaCl) stress on germination and early seedling growth of four vegetables species. Journal of Central European Agriculture. 7(2): 273-282.

Javadi, H., Seghatoleslami, M.J. and Mousavi, S.Gh. 2014. Effect of salinity on seed germination and early seedling growth of four species of medicinal plants. Iranian Journal of Field Crops Research. 12(1): 53-64.

Kafii, M., Eishi Rezaii, A., Hagighikhah, M. and Gorbanim, S. 2010. Effect of salinity and seed priming on germination and seedling characteristics of two medicinal citrus species. Journal of Agroecology. 2 (2): 245-255.

Khodadadi, M., Omidbaygi, R., Majidi, A. and Khoshkholghsima, N.A. 2003. The effects of seed priming on germination traits of onion (cv. sefid Kashan) under salinity stress conditions. Journal of Soil and Water Science. 17(1): 41-48.

Mahmoodzadeh Ardahaei, B.S., Aliabadi Farahani, H., Farahvash, F. and Hassanpour Darvishi, H. 2010. Effect of hydroperiming on emergence of seedling in seeds of sunflower cultivars. 2(4): 355-366.

Makkizadeh Tafti, M., Farhoudi, R. and Rastifar, M. 2012. Effect of osmopriming on seed germination of Lemon balm (Melissa officinalis L.) under salinity stresses. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants. 27(4): 573-586.

McDonald, M.B. 1999. Seed deterioration: physiology, repair and assessment. Seed Science and Technology. 27: 177-273.

Naseer, Sh., Nisar, A. and Ashrsf, M. 2001. Effect of salt stress on germination and seedling growth of barely (Hordeum Vulgare L.) Pakistan Journal of Biological Science. 4(3): 359-360.

Parmoon, Gh., Ebadi, A., Ghaviazm, A. and Miri, M. 2013. Effect of seed priming on germination and seedling growth of Chamomile under salinity. Journal of Crop Production. 6(3): 145-164.

Patade, V.Y., Maya, K. and Zakwan, A. 2011. Seed priming mediated germination improvement and tolerance to subsequent exposure to cold and salt stress in capsicum. Journal Research Seed. 4(3): 125-136.

Saberi, M., and Tavili, A. 2010. Evaluation deferent priming treatments influence on Puccinellia distans germination characteristics. Iranian Journal of Range and Desert Research. 17(1): 51-60.

Shakarami, B., Dianati-Tilaki, Gh., Tabari, M. and Behtari, B. 2010. The effect of priming treatment on salinity tolerance of Festuca arundinacea S. and Festuca ovina L. seeds during germination and early growth. Iranian Journal of Rangeland and Forests Plant Breeding and Genetic Research. 18(2): 318-328.

Siti Aishah, H., Saberi, A.R., Halim, R.A. and Zaharah, A.R. 2010. Salinity effects on germination of forage sorghums. Journal of Agronomy. 9(4): 169-174.

Tabatabaei, S.A., Kouchaki, A.R. and Molasadeghi, J. 2014. Evaluation of salinity tolerance of barley cultivars in vitro and field conditions. Crop physiology journal, 5 (20): 87-120.

Tamartash, R., Shokrian, F. and Kargar. M. 2010. Effects of salinity and drought stress on Trifolium alexanderium L. seed germination properties. Rangeland, 4 (2): 288-297.

Xirong, O., Voorthuysen, T.V., Toorop, P.E. and Henkw, M.H. 2002. Seed vigor, aging and osmopriming affect anion and sugar leakage during imbibitions of maize (Zea mays L.) caryopses. International Journal of Plant Science. 163(1): 107-112.

Xue, J.G., Wang, X.G., Du, X.G., Mao, P.S., Zhang, T.J., Zhao, L. and Han, J.G. 2012. Influence of salinity and temperature on the germination of Hedysarum scoparium. Journal of Biotechnology. 11(14): 3244-3249.

Zhang, H.X., Zhou, D.W., Tian, Y., Huang, Y.X. and Sun, Z.W. 2012. Comparison of seed germination and early seedling growth responses to salinity and temperature of the halophyte Chloris virgata and the glycophyte Digitaria sanguinalis. Grass and Forage Science. 68: 596-604.

Zhu, J.K. 2001. Over expression of a delta-pyrroline-5-carboxylate synthetase gene and analysis of tolerance towater and salt stress in transgenic rice. Trends Plant Science. 6: 66-72.